Продукты рекомбинации: характеристика и манипулирование - рефераты, скачать рефераты, бесплатно рефераты

Рефераты. Продукты рекомбинации: характеристика и манипулирование

. Экспрессирующие векторы, используемые в E. coli

Векторы, сконструированные для осуществления эффективного белкового синтеза в E. coli, обычно происходят от pBR322 или другой высококопийной плазмиды; это необходимо для получения максимального числа матриц для транскрипции.

Промоторы. Большинство векторов, предназначенных для изучения экспрессии генов, содержат один из сильных промоторов, описанных в разд.3.11: Лас-промотор с соответствующим оператором, trp-промотор и оператор, а также Рь-промотор бактериофага X. Обычно используют мутантный промотор, называемый UV5, поскольку это позволяет осуществлять транскрипцию с большей скоростью, чем в случае промотора дикого типа, а кроме того, активность сохраняется даже в отсутствие положительного эффектора САР-сАМР. Другой часто используемый промотор, lac, представляет собой синтетическую конструкцию: его - 35-последовательность представляет собой - 35-последовательность trp-промотора, а блок Прибнова - соответствующую последовательность промотора UV5. Таким образом, 1ас-промотор идентичен оптимальному промотору E. coli, структура которого была определена исходя из данных, полученных при сравнении последовательностей многих природных промоторов. Как и ожидалось, он оказался весьма эффективным.

Помимо такого достоинства, как эффективность, эти четыре промотора обладают еще одним ценным свойством: они позволяют осуществлять временной контроль инициации транскрипции, поскольку связаны с регуляторными элементами. Это очень важно, так как накопление больших количеств чужеродного для E. coli белка может подавлять рост клеток и тем самым ограничивать конечный выход белка. Впрочем, если клетки удается вырастить до высокой плотности, а затем индуцировать к оптимальной экспрессии клонированного гена, то часто можно достигнуть оптимального выхода белка. Если белок, который предполагается синтезировать, нестабилен в клетках Е. coli, то молекулы, синтезированные в начале цикла роста, вероятно, деградируют ко времени достижения культурой высокой плотности. Поэтому имеет смысл отсрочить экспрессию до того момента, когда плотность культуры повысится достаточно сильно. Если используются векторы, в которых экспрессия клонированного гена зависит от этих промоторов, то количество нужного белка обычно составляет от 1 до 10% уровня суммарного белка в клеточном экстракте.

Экспрессирующий вектор с lac-промотором. Плазмидные векторы, содержащие промотор lac UV5, часто содержат также последовательность Шайна-Дальгарно ас-оперона и кодирующие последовательности для в-галактозидазы. Поскольку экспрессия, инициируемая на участке с ас-оператором-промотором, находится под контролем ас-оперона, транскрипцию можно инициировать с помощью индуктора изопропил-в-В-тиогалактозида. В приведенном примере вместо восьмого кодона в-галактозидазного гена встроен полилинкер, что нарушает кодирующую рамку. Клетки E. coli, несущие такой вектор, не способны синтезировать активную в-галактозидазу. Две части рамки считывания можно совместить, если в один из рестриктазных сайтов полилинкера встроить фрагмент с определенной рамкой считывания. В этом случае трансляция мРНК может инициироваться в начале кодирующего участка в-галактозидазного гена, проходить через вставку и остальную часть кодирующего участка этого гена и заканчиваться на обычном стоп-кодоне. В результате клетки, содержащие плазмиду с такой вставкой, будут продуцировать активную в-галактозидазу, поскольку первые восемь аминокислот молекулы несущественны для активности фермента и чужеродные аминокислоты не будут влиять на нее. Гибридный полипептид можно очистить, при этом показателем степени очистки будет служить удельная активность в-галактозидазы. В некоторых случаях гибридный белок можно расщепить и удалить протяженную карбоксильную в-галактозидазную часть. Однако и сами гибридные белки находят применение: с их помощью получают антитела к чужеродному белку.

Экспрессирующий вектор с trp-промотором. В векторе, перед полилинкером находятся trp-промотор, оператор, последовательность Шайна-Дальгарно, аттенуатор, а также примерно 300 кодонов гена trp E. Транскрипцию можно контролировать, поместив содержащие плазмиду клетки Е. coli, выращенные до высокой плотности, в среду без триптофана и добавив затем 3-в-индолилакриловую кислоту. Последняя конкурирует с оставшимся триптофаном за связывание с trp-репрессором, однако образует неактивный комплекс, в результате чего происходит дерепрессия промотора. Как и в случае с вектором, содержащим Лас-промотор, при встраивании чужеродного гена в рамку считывания по одному из сайтов рестрикции в полилинкере синтезируется гибридный белок. Трансляция останавливается, дойдя до случайного стоп-кодона вектора.

В случае вставка кодирует обратную транскриптазу ретровируса. После трансфекции и дерепрессии в клетках E. coli синтезируется ферментативно активный гибридный белок. Для повышения стабильности обратной транскриптазы большую часть избыточных последовательностей гена trpE делетируют с помощью некоторых манипуляций и переклонирования. Несколько аминокислот trpE, остающихся на N-конце образовавшегося полипептида, слабо влияют на активность обратной транскриптазы.

Экспрессирующий вектор, использующий PL-npo-мотор бактериофага X. Вектор позволяет синтезировать эукариотические белки, не сливающиеся с чужеродным полипептидом. Транскрипция с этого промотора подавляется X-репрессором, который образуется профагом, присутствующим в клетке-хозяине. Применение клеток, лизогенизированных фагом, который кодирует чувствительный к нагреванию репрессор, позволяет индуцировать экспрессию гена путем переноса клеток, выращенных при 30°С, в среду с температурой 42°С. Кроме промотора вектор содержит часть последовательности Шайна-Дальгарно гена cII фага X. Между промотором и этой последовательностью находится группа регуляторных элементов фаговой ДНК, которые функционируют в цис-положении, ослабляя транскрипционную полярность. Эти последовательности с антиполярным эффектом функционируют при наличии продукта гена N фага X, поставляемого лизогенизированными хозяйскими клетками, которые обычно используются с вектором этого типа. В таком векторе сегмент, содержащий связывающийся с рибосомой участок Ш-Д-последовательности, включает также кодон ATG cII-гена фага X. Более того, ATG перекрывает BamHI-сайт, унаследованный от плазмиды pBR322. Эукариотические кодирующие участки встраивают в BamHI-сайт разными способами, зависящими от кодирующей последовательности. Очень важным моментом является встраивание кодирующей последовательности таким образом, чтобы она находилась в рамке с ATG. Таким образом, вектор поставляет все регуляторные элементы, необходимые для транскрипции и трансляции, за исключением стоп-кодона, который обычно находится в пределах клонированных эукариотических кДНК.

в. Экспрессирующие векторы, используемые в клетках дрожжей

Наиболее эффективные в отношении экспрессии генов дрожжевые векторы сконструированы на основе 2 мкм-кольцевой плазмиды дрожжей. Эта плазмида обеспечивает образование в дрожжевых клетках большого числа копий рекомбинантной ДНК до тех пор, пока сегмент REP3 находится в цис-положении, а функциональные гены REP1 и REP2 - либо в цис-, либо в транс-положении. Применяются несколько разных регулируемых дрожжевых промоторов; в примере это промотор гена CYC1, кодирующего изо-1-цитохром с. Этот промотор и связанные с ним регуляторные сигналы составляют область размером в несколько сотен пар оснований, что типично для подобных сложных эукариотических областей, в которых транскрипция регулируется с помощью РНК-полимеразы II. Сегменты ДНК, трансляцию которых мы хотим осуществить, встраивают в рамку считывания в сайте. В этом случае они непосредственно прилегают к инициирующему кодону ATG гена CYC1. Сайт полиаденилирования в векторе отсутствует, но обычно кДНК содержат такой сайт, который расположен за стоп-кодоном трансляции.

г. Экспрессирующие векторы, используемые в клетках животных

Для экспрессии клонированных генов в клетках животных были сконструированы два типа векторов; в основе одного из них лежит геном SV40, а другого - геном папилломавируса крупного рогатого скота. Основные свойства этих двух систем вирусных векторов описаны в разд. 5.7. Векторы на основе папилломавирусов особенно полезны для синтеза больших количеств белка, а векторы на основе SV40 используются во многих экспериментах.

Типичные векторы содержат либо весь геном BPV, либо его часть, необходимую для стабильной трансформации хозяйских клеток, например мышиных клеток в культуре. Такие векторы часто включают эукариотический ген вместе с промотором, сигналом полиаденилирования и другими регуляторными областями. Между сайтом инициации транскрипции и стартовым кодоном трансляции находится удобный рестриктазный сайт. Когда в этот сайт встраивается определенная кодирующая последовательность, она транскрибируется с образованием соответствующей мРНК. Синтез этой мРНК начинается от стартового кодона транскрипции и заканчивается на сигнале полиаденилирования, находящемся во вставке или в векторной последовательности. Кодирующая последовательность должна содержать свой собственный стартовый и стоп-кодоны. Одним из преимуществ экспрессирующих векторов, созданных на основе BPV, является то, что трансформированные ими клетки сохраняются в культуре в течение многих месяцев. В результате непрерывного деления клеток постоянно синтезируется нужный белок. В одном из экспериментов в BPV-вектор была встроена предварительно клонированная кодирующая часть гена поверхностного антигена вируса гепатита В. Трансформированные клетки секретировали около 10 мг антигена на 1 л культуры за 24 ч.

Ферментативная амплификация сегментов ДНК и РНК

На заре развития методов молекулярного клонирования применение альтернативных способов амплификации специфических сегментов ДНК или РНК, присутствующих в больших популяциях молекул, казалось маловероятным. Однако в настоящее время такой метод разработан и широко используется. Он получил название полимеразной цепной реакции. С его помощью можно получать микрограммы ДНК-копии сегментов ДНК или РНК, даже когда они присутствуют в препарате в виде единственной молекулы.

Вся полимеразная цепная реакция осуществляется in vitro с использованием ДНК-полимеразы и олигонуклеотидных праймеров, комплементарных двум 3'-концам участков, ограничивающих амплифицируемый дуплексный сегмент. Таким образом, разработка ПЦР-метода стала возможной лишь после того, как были созданы методы быстрого и недорогого химического синтеза олигонуклеотидов. Для осуществления реакции необходимо знать нуклеотидную последовательность того участка, который мы хотим амплифицировать, чтобы можно было синтезировать соответствующие олигонуклеотидные праймеры.

Полимеразная цепная реакция. Для того чтобы амплифицировать какой-то сегмент ДНК, синтезируют два олигонуклеотидных праймера, каждый из которых комплементарен одному из двух 3'-концов участков, ограничивающих амплифицируемый дуплексный сегмент. В ходе ПЦР-реакции необходимо копировать последовательность каждой из цепей, находящуюся между участками, с которыми спариваются олигонуклеотидные праймеры. После спаривания праймеров с денатурированной ДНК, содержащей амплифицируемый сегмент, осуществляют встречное удлинение праймеров с помощью ДНК-полимеразы в присутствии четырех дезоксинуклеозидтрифосфатов. Образующиеся дуплексные ДНК денатурируют, вновь спаривают с праймерами и проводят ДНК-полимеразную реакцию. Этот цикл может быть повторен примерно 60 раз с удвоением в каждом цикле количества дуплексного сегмента ДНК. За п циклов образуется 2" копий дуплексного сегмента, ограниченного праймерами.

Используя термостабильную ДНК-полимеразу, выделенную из термофильных бактерий Thermus aquaticus, можно осуществлять множество ПЦР-циклов при однократном введении фермента. Сначала смешивают ДНК, избыточное количество праймерных молекул, дезоксинуклеозидтрифосфаты и полимеразу. Цикл запускают, нагрев смесь до температуры, обеспечивающей денатурацию ДНК; затем охлаждают раствор до температуры, необходимой для отжига праймеров. Далее устанавливают температуру, при которой может происходить синтез ДНК. Весь процесс, который длится несколько часов, можно автоматизировать, используя нагреватели, работа которых регулируется с помощью компьютера.

Использование ДНК-полимеразы Т. aquaticus не только позволяет автоматизировать процесс, но дает и другое преимущество. Этот фермент наиболее активен в температурном интервале 70-75°С. При таких условиях спаривание олигонуклеотидных праймеров и ДНК происходит более специфично, чем при 37°С - оптимальный температуре для ДНК-полимеразы Е. coli. В результате ассоциация праймеров происходит более точно, что сводит к минимуму амплификацию нежелательных сегментов ДНК, особенно в присутствии всей геномной ДНК. Точность отжига повышается также при подборе оптимального температурного режима, ионной силы, длины праймера и его нуклеотидного состава. Специфичность может быть достаточно высокой, чтобы осуществлялась амплификация двух разных сегментов в одном и том же препарате ДНК в присутствии двух пар праймеров.

РНК можно амплифицировать с образованием дуплексной ДНК аналогичным образом с той лишь разницей, что в начале первого цикла необходимо синтезировать кДНК-копию РНК. Если РНК представлена молекулами мРНК, то роль одного из праймеров в ПЦР, а также в реакциях с участием обратной транскриптазы могут выполнять короткие рогу-цепочки.

Разные варианты полимеразных цепных реакций. Как мы уже говорили, для проведения ПЦР необходимо знать нуклеотидные последовательности, фланкирующие амплифицируемый сегмент. Это подразумевает, что ПЦР-метод может применяться только при наличии предварительно клонированных и секвенированных сегментов ДНК. Однако с помощью относительно простых модификаций можно значительно расширить возможности метода ПЦР. В одном из вариантов можно выделить определенный ген, если известна аминокислотная последовательность лишь короткого участка соответствующего очищенного белка. Например, синтезировав праймеры длиной 20 пар нуклеотидов на основании данных о последовательности двух концов пептидного сегмента длиной в 20 аминокислот, можно амплифицировать геномный фрагмент длиной 60 п. н. Вследствие вырожденности генетического кода при этом используют смесь праймеров с альтернативными основаниями в нужных положениях. После проведения ПЦР амплифицированный сегмент из 60 п. н. очищают с помощью гель-электрофореза или клонирования и используют в качестве зонда для идентификации интересующей нас последовательности при анализе библиотек геномной ДНК или кДНК.

Еще один пример универсальности метода ПЦР дает использование его для амплификации полной кДНК-копии мРНК исходя из данных последовательности одного небольшого участка либо соответствующего пептида, либо мРНК. Метод состоит в следующем. Суммарную мРНК копируют с образованием одноцепочечной кДНК, используя короткий рогу^Т) - праймер. Затем с помощью терминальной трансферазы к 3'-концу кДНК присоединяют "хвост"; разд.4.8); используя короткий рогу^С) - праймер, синтезируют вторую цепь ДНК. До этого момента никакой специфичности в отношении определенной мРНК не проявляется. На следующем этапе используют олигонуклеотидный праймер с такой же последовательностью, как и у короткого участка вблизи 3'-конца нужной нам мРНК. С помощью этого праймера и poly проводят ПЦР; специфичность оказывается достаточно высокой для получения практически чистого продукта, представляющего полноразмерную мРНК.

В другом варианте в 5'-концы праймеров включают последовательности, соответствующие какому-либо рестриктазному сайту. При отжиге с исходной матрицей они остаются неспаренными, но амплифицируемый фрагмент приобретает концевые рестриктазные сайты. Они могут оказаться полезными при последующем клонировании или включении в вектор для изучения экспрессии.

Применение ПЦР. Возможности метода ПЦР во всей полноте еще не раскрыты, но с его помощью уже удалось получить новые данные о структуре разных РНК, генов и геномов, а также о процессах, протекающих на геномном уровне. Одно из его очень важных применений состоит в определении характера мутаций. После того как ген клонирован, с помощью двух праймеров амплифицируют соответствующий геномный сегмент, полученный от разных особей данного вида. Секвенирование этого сегмента позволяет установить природу мутации, произошедшей в данном гене, или выявить полиморфизм, будь то замена одной пары оснований или делеция, инсерция или перестройка. Благодаря простоте метода с его помощью можно диагностировать генетические заболевания и проводить популяционно-генетические исследования. Используя праймеры, которые специфически ассоциируются с определенными мутантными формами гена, можно также классифицировать мутации.

С помощью зондов, комплементарных геномам таких инфекционных агентов, как вирусы и бактерии, могут быть идентифицированы геномы этих агентов на фоне значительного избытка ДНК клетки-хозяина. В частности, вполне реальной представляется диагностика СПИДа с помощью этого метода. Еще одно его применение состоит в анализе структуры продуктов реакций рекомбинации.

Одним из интересных и потенциально наиболее эффективных применений ПЦР является амплификация сегментов ДНК внутри отдельных клеток. Такие опыты проводились как на диплоидных клетках, так и на сперматозоидах человека. Использование сперматозоидов имеет особое значение для генетического анализа видов, включая человека, которые не могут подвергаться экспериментальному скрещиванию. Этот метод позволяет оценить частоту мейотической рекомбинации непосредственно в больших популяциях сперматозоидов, если использовать пару праймеров, специфичных в отношении полиморфных или мутантных форм сцепленных генов.

Страницы: 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8