Транквилизаторы бензодиазепиновой природы также обладают стресс - протективным действием. Изучение их воздействия на ферменты обмена нейропептидов при стрессе становится тем более интересным, что в цепи реакций, которые они осуществляют в организме есть вещества, которые являются либо продуктами их деятельности, либо они участвуют в регуляции их синтеза. Так бензодиазепиновые транквилизаторы модулируют уровень АКТГ как в норме так и при воздействии стресс-факторов [114, 252], в частности введение фенозепама уменьшает концентрацию АКТГ при стрессе. Поскольку известно, что КПН участвует в биосинтезе АКТГ, то особый интерес представляет изучение возможности вовлечения этого фермента в стресс-протективное действие транквилизаторов.

Данные исследований показывают, что активность КПН при совместном воздействии диазепама и стресса, в основном, ниже, чем только при стрессе [39]. Активность АПФ в сыворотке при введении диазепама изменяется сходным образом. Поскольку АПФ участвует в деградации энкефалинов, вещества Р и ПВДС - биологически активных пептидов, основная роль которых заключается в адаптации организма к стрессу [107, 135, 152], то не исключается, что антистрессорное действие диазепама обусловлено его модулирующим действием на активность КПН и АПФ. Изменение активности данных ферментов может привести к уменьшению содержания АКТГ и увеличению содержания опиоидных нейропептидов, способствуя тем самым развитию адаптационных реакций в организме.

Таким образом, изменения в проявлении функциональной активности ферментов процессинга и инактивации биологически активных пептидов при стрессе свидетельствуют о важной роли этих ферментов в регуляции уровня активных нейропептидов, участвующих, как в развитии, так и в торможении размаха стресс-реакции.

Суммируя вышеизложенные сведения необходимо отметить следующее:

Опиоидные пептиды, их синтетические аналоги (например, даларгин), а также предшественники (лей5-энкефалин-арг6) обладают стресс-протективным свойством.

При воздействии на организм стресс-факторов различной природы наблюдаются значительные изменения в обмене биологически активных пептидов, а также жизнедеятельности организма в целом. Наиболее существенные изменения отмечаются при остром стресс-воздействии.

Важная роль в обмене регуляторных пептидов принадлежит ферментам пептид-гидролазам, которые регулируют уровень биологически активных пептидов при различных функциональных состояниях организма, в том числе и при стрессе. Особое место в ряду этих ферментов занимают основные карбоксипептидазы, которые действуют на конечном этапе процессинга предшественников регуляторных пептидов, а также ферменты, участвующие в инактивации активных форм нейропептидов.

Стресс-протективные вещества различной природы влияют на активность ферментов обмена нейропептидов мозга и периферических тканей стрессированных животных, что свидетельствует об изменениях в метаболизме нейропептидов у этих животных.

В связи с этим, представляет интерес изучение влияния предшественника лей-энкефалина на активность некоторых ферментов обмена нейропептидов головного мозга и периферических тканей животных, подверженных воздействию острого ЭБС. Полученные данные могут способствовать выяснению роли пептидгидролаз в механизмах развития стресс-реакции, а также в реализации эффектов экзогенного предшественника на организм, подверженный стрессу.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. МАТЕРИАЛЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

Объектом исследования служили головной мозг и периферические ткани (надпочечники и семенники) самцов белых беспородных крыс в возрасте 5 месяцев, массой 160-190 г. Животных содержали в стандартных условиях вивариума.

Животных декапитировали, извлекали головной мозг, гипофиз, надпочечники и семенники. Затем ткани помещали в охлажденный физиологический раствор, очищали от оболочек и кровеносных сосудов, высушивали фильтровальной бумагой. Затем выделяли отделы мозга - гипоталамус, средний мозг, гиппокамп, стриатум, большие полушария.

Образцы выделенных отделов мозга и тканей гомогенизировали в стеклянном гомогенизаторе Поттера в 20 мМ натрий ацетатном (NaAc) буфере рН 5,6, содержащем 50 мМ NaCl. Соотношения вес/объем были различны: 1/400- для гипофиза, 1/200- для надпочечников, 1/100- для семенников, 1/50- для отделов мозга. Гомогенаты использовали в качестве источников КПН, ФМСФ-ингибируемой КП и АПФ.

В работе были использованы 4 группы животных. 1 группа - интактные животные. Животным 2 группы вводили раствор лей5-энкефалин-арг6 в дозе 20 мкг/кг соответственно. Животные 3 группы подвергались воздействию острого ЭБС. Животным 4 группы перед воздействием острого ЭБС инстиллировали на конъюнктиву глаза 2 мкл раствора предшественника лей-энкефалина - лей5-энкефалин-арг6 в дозе 20 мкг/кг.

2.2. МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.2.1. Схема введения предшественника лей-энкефалина

Введение предшественника лей-энкефалина - тир-гли-гли-фен-лей-арг (лей-энкефалин-арг) осуществлялось способом инстилляции на конъюнктиву глаза (доза 20 мкг/кг веса). Раствор лей-энкефалин-арг наносился на правый глаз крысы, с помощью дозатора с мягким катетером из поливинилхлорида (объем наносимого раствора 2 мкл). Введение предшественника энкефалина осуществлялось утром в одно и то же время.

Раствор лей-энкефалин-арг был приготовлен на физиологическом растворе.

Декапитацию животных производили через 0,5 часа, 4 часа, 24 часа, 72 часа и 10 суток после введения лей-энкефалин-арг, физиологического раствора и через 0,5 часа, 4 часа, 24 часа, 72 часа и 10 суток с начала воздействия острого ЭБС.

2.2.2. Моделирование острого эмоционально-болевого стресса

Для моделирования острого эмоционально-болевого стресса (ЭБС) крыс помещали в клетку с полом из металлической проволоки и встроенной в нее электрической лампочкой и звонком.

Для создания модели стресса крыс в течение 20 мин через каждые 10 секунд в беспорядочном режиме подвергали воздействию одного из трех факторов: вспышке света (лампа накаливания мощностью 100 Вт, расстояние 0,5 м), звука силой 70 Дб, электрокожному раздражению пороговой силы (2 мА). Длительность каждого воздействия составляла 1 сек.

2.2.3. Метод определения активности КПН.

Активность КПН определяли флюориметрически, используя метод Fricker и Snayder c некоторыми модификациями [193]. Активность фермента определяли по освобождению дансил-фен-ала из дансил-фен-ала-арг при рН 5,6, как активность ингибируемая ГЭМЯК - высокоспецифичным ингибитором КПН [193].

Для определения активности КПН смешивали 150 мкл 50 мМ NaAc буфера рН 5,6, содержащего 50 мМ NaCl (проба без ГЭМЯК - контрольная) или 150 мкл раствора, содержащего ГЭМЯК, в том же буфере - опытная проба (концентрация в пробе 1 мкМ) с 50 мкл препарата фермента. Затем пробы преинкубировали 8 мин, при 37 0С, по истечении этого времени прибавляли предварительно нагретый до 37 0С раствор дансил-фен-ала-арг (концентрация 210 мкМ), объемом 50 мкл (конечная концентрация субстрата в пробе 42 мкМ). Реакционную смесь инкубировали 60 мин при t = 37 0С, реакцию останавливали прибавлением 50 мкл 1 н. НСl.

К пробам приливали хлороформ объемом 1,5 мл. и тщательно встряхивали в течение 60 сек. При этом продукты реакции переходят в хлороформную фазу, а субстрат, нерастворимый в хлороформе, остается в водной фазе. Для разделения хлороформной и водной фаз пробы центрифугировали в течение 5 мин при 1000 об/ мин.

Флюоресценцию хлороформной фазы измеряли на флюориметре ФМЦ - 2 в кювете толщиной 1 см при ex = 360 нм и em= 530 нм. В качестве стандартного раствора использовали 1 мкМ раствор дансил-фен-ала в хлороформе.

Активность КПН определяли как разность в накоплении продуктов реакции в пробах, содержащих и не содержащих ГЭМЯК. Активность выражали в нмоль дансил-фен-ала, образовавшегося за 1 мин инкубации в пересчете на 1 мг белка.

2.2.4. Метод определения активности

ФМСФ - ингибируемой карбоксипептидазы.

Активность ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы определялась флюориметрически, методом, разработанным в лаборатории нейрохимии ПГПУ им. В.Г. Белинского [49]. В качестве субстрата использовали раствор дансил-фен-лей-арг.

В контрольные пробы вносили 150 мкл 50 мМ NaAc буфера, содержащего 50 мМ NaCl рН 5,6 и 50 мкл препарата фермента. Опытные пробы содержали 140 мкл указанного буфера и 50 мкл препарата фермента, ингибитор фенилметилсульфонилфторид (ФМСФ), приготовленный на этаноле, вносился в пробу непосредственно перед преинкубацией в объеме 10 мкл. Пробы преинкубировали 8 мин при 370С, затем вносили 50 мкл 210 мкМ раствора дансил-фен-лей-арг. Далее контрольные и опытные пробы обрабатывали, как описано для КПН.

Активность ФМСФ - ингибируемой карбоксипептидазы определяли как разность в накоплении продуктов реакции в пробах, содержащих и не содержащих ФМСФ и выражали в нмоль дансил-фен-лей, образовавше-гося за 1 мин инкубации в пересчете на 1 мг белка.

2.2.5.Метод определения активности АПФ.

Активность АПФ также определялась флюориметрически. В качестве субстрата использовали дансил-фен-ала-арг, приготовленный на воде. В качестве ингибитора использовали высокоспецифичный ингибитор АПФ - каптоприл.

Контрольные пробы содержали 100 мкл 200 мМ трис НСl рН 7,6 и 100 мкл препарата фермента. В опытные пробы вносили 90 мкл указанного буфера, 10 мкл 25 мМ каптоприла, приготовленного на воде и 100 мкл гомогената. Пробы преинкубировали в течение 8 мин при 370С, затем в каждую пробу прибавляли предварительно нагретый до 370С раствор субстрата дансил-фен-ала-арг объемом 50 мкл. Реакционные смеси инкубировали в течение 30 мин при 37 0С, реакцию останавливали прибавлением 50 мкл 1н раствора НСl. Далее пробы обрабатывали по схеме, приведенной для КПН.

Активность фермента определяли как разницу в приросте флюорисценции в пробах содержащих и не содержащих ингибитор АПФ - каптоприл и выражали в нмоль дансил-фен-ала, образовавшегося за 1 мин инкубации в пересчете на 1 мг белка.

2.2.6. Методы определения активности КПН, ФМСФ-ингибируемой КП и АПФ in vitro

В опытах in vitro, влияние лей-энкефалин-арг на активность ферментов изучали в гомогенатах гипофиза, надпочечников и больших полушарий. Раствор лей-энкефалин-арг добавляли непосредственно в среду инкубации, концентрация исследуемого предшественника составляла 2,4 мМ. Все последующие операции по определению активности ферментов проводили по схеме, описанной выше.

2.2.7. Метод определения содержания белка

Содержание белка в пробах определяли по методу Лоури [65]. Метод основан на способности белка окрашиваться раствором Фолина. В качестве стандарта для построения калибровочной кривой использовали БСА.

2.2.8.Статистическая обработка результатов исследования.

Результаты подвергали статистической обработке с использованием t-критерия Стьюдента, различия считали достоверными при p<0,05 [98].

Страницы: 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 18, 19, 20